Traffic analysis

Vědecká knihovna Olomouc
Vědecká knihovna Olomouc
Česky English Deutsch

Mikrobiologická kontaminace rukopisu a vzácných tisku a jejich kontrola

Ing. Jana Odvárková - Národní knihovna ČR, PhMr. Bronislava Bacílková - Státní ústřední archiv v Praze - a kolektiv

Fotografie © Filip Novák
kh-vstup.jpg

1. Problematika plísní v knihovnách

Biologické napadení knihovních fondů je i v případě jeho definitivního zastavení a likvidace jedním z typů obvykle nevratného poškození sbírky.

Příčiny tohoto napadení jsou hlavně v nevhodném způsobu uložení knihovních fondů. Zejména nadměrná vlhkost spolu s nečistotami, jak je již obecně známo, sehrává svou významnou roli při nejčastějším a vlastně nejsnadnějším napadení knih mikroorganismy - plísněmi.

V minulých letech bylo napadení knih plísněmi pro Národní knihovnu ČR opravdu velkým problémem. Uložení některých knihovních fondů v opuštěných chátrajících zámcích (Buštěhrad, Postoloprty) či v naprosto nevhodných venkovních halách (Nučice) bylo příčinou pravidelně se objevujících známek aktivních plísní.

Nebezpečí tohoto napadení ale platí i pro vzácné knihovní sbírky. Spory plísní jsou totiž prakticky všudypřítomné a mnohdy i pouze lokální a ohraničené zasažení knihy vlhkostí postačí k jejich aktivaci a bujení. Proto je nutné a potřebné provádět mikrobiologické kontroly k odhalení takového potenciálního napadení nejen na knihovních sbírkách, které nemají zcela optimální úložné podmínky, ale také třeba na nově zařazovaných vzácných knihách. Pracovníci NK ČR např. zjišťovali stupeň možné kontaminace nově koupeného rukopisu pro Parlamentní knihovnu, mikrobiologická kontrola byla také přirozeně nedílnou součástí odborného konzervátorského posouzení stavu Vyšehradského rukopisu v začátku 90. let.

V NK ČR byly v předchozích letech mikrobiologické kontroly prováděny a jejich výsledky vykazovány jistým stereotypním způsobem. Po určitých změnách a v souvislosti s přesunem knihovních fondů NK ČR do nového depozitáře v Hostivaři byly tyto mikrobiologické kontroly prováděny pro účely NK ČR i některými externími odbornými pracovišti. Nejen provádění vlastních odběrů vzorků, ale zejména vykazování výsledků těchto kontrol ukázalo na fakt, že praxe na každém pracovišti je dost odlišná. Porozumění předloženým výsledkům a jejich vzájemné srovnávání je potom pro nezasvěceného zadavatele a uživatele velmi obtížné.

Tento moment byl vlastně prvotním impulsem pro návrh programu výzkumu a vývoje, který byl formulován v oddělení konzervace a preventivní ochrany knihovních fondů NK ČR v roce 1997. Jeho cílem bylo porovnat metody, pracovní postupy při provádění takových mikrobiologických kontrol na knihovních sbírkách a způsob zpracování i vykazování dosažených výsledků na několika nezávislých odborných pracovištích. Z tohoto srovnání jsme chtěli vybrat a doporučit nejvhodnější postup pro provádění mikrobiologických kontrol právě na knihovních sbírkách, který by splnil požadavek nepoškozovat vlastní předmět při odběru vzorků a učinit srozumitelnou výpověď o dosažených výsledcích pro jejich uživatele - knihovníky, správce fondů.

Program byl Ministerstvem kultury ČR schválen a finančně podpořen. Pro spolupráci na provádění prací byla osloveni odborníci z oblasti mikrobiologie ze Státního ústředního archivu v Praze (PhMr. B. Bacílková), z Katedry botaniky přírodovědecké fakulty Univerzity Karlovy (RNDr. M. Váňová, CSc.) a ze Státní autorizované zkušebny v Otrokovicích (RNDr. A. Orlita, CSc.). Jejich účast na plnění úkolu umožnila jeho provedení v zadaném rozsahu a na vysoké úrovni. Už při původním předložení tohoto projektu jsme měli také v úmyslu zahrnout do řešení úkolu další významné knihovny v ČR. Vyslovení souhlasu s naším záměrem z jejich strany bylo velmi významnou podmínkou pro realizaci prací na projektu. Stručná osnova projektu byla postavena na opakovaném testování a sledování mikrobiologické aktivity na několika ucelených knihovních sbírkách v průběhu kalendářního roku. Všechny kontaktované knihovny předložený návrh k naší velké radosti postupně přijaly.

Pro realizaci srovnávacích mikrobiologických kontrol tak mohly být zařazeny:

  1. Národní knihovna ČR - staré tisky ze 17.-18. stol. ze sbírky rezervních fondů

  2. Vědecká knihovna České Budějovice - staré tisky z 16.-17. stol. ze sbírky rukopisů a starých tisků

  3. Moravská zemská knihovna, Brno - staré tisky z 16.- 17.stol. ze sbírky rukopisů a vzácných tisků

  4. Vědecká knihovna Olomouc - staré tisky z 16.-17. stol. a knihy z 19. stol. ze sbírky rukopisů a starých tisků

Jsem moc vděčná za to, že jsme se po vysvětlení cíle naší práce setkali s pochopením odpovědných pracovníků těchto knihoven a byla nám přislíbena spolupráce správců těchto fondů. Jistě nám pomohlo, že s některými z nich jsme již dříve spolupracovali při řešení úkolů v NK ČR (konzervace kožených knižních vazeb na vybraných svazcích ze sbírek ve Zlaté Koruně).

Přínos jsme viděli totiž nejen ve splnění zmíněného programu výzkumu a vývoje, ale provedení mikrobiologických kontrol současně nabídlo prověření stavu vzácných knihovních sbírek z hlediska mikrobiologické kontaminace pro potřebu vlastní knihovny, která je uchovává.

Mikrobiologické odběry byly provedeny ve dvou termínech - jarním a podzimním, současně byly změřeny aktuální mikroklimatické podmínky vnitřního prostředí depozitářů.

Extrémní následky zasažení knih vodou jsme pak mohli spatřit nedlouho po provedení první serie stěrů právě v Olomouci po loňských červencových záplavách. Bohužel toto stadium už nepotřebovalo žádné laboratorní testování, porosty plísní ve všech barvách byly tehdy viditelné každému pouhým okem.

2. Mikrobiologické kontrolní metody

V knihovnách, archivech a muzeích se mikrobiologické zkoušky provádějí tak, že se sleduje přítomnost mikroskopických hub (plísní) na povrchu předmětů nebo v ovzduší. Metod k takovýmto zkouškám existuje celá řada, přičemž každá z nich je zatížena vlastní chybou a navíc k dalším chybám může dojít při provedení metody. Aby tedy výsledky mikrobiologických zkoušek, provedených různými laboratořemi, byly navzájem srovnatelné, je třeba stanovit jednotný postup, kterým by se měly laboratoře řídit.

2.1. Metody kontroly kontaminace povrchů

Největší význam pro praxi mají kvantitativní metody s vyhodnocováním počtu zárodků na stanovené ploše. Pro knihovní sbírky zároveň platí, že je nutné volit takové postupy, které jsou maximálně šetrné ke knihám.

2.1.1. Otisk

Jedná se o přímý otisk vyšetřované plochy na živnou půdu nebo nepřímý otisk sterilním zvlhčeným filtračním papírem, který se po otisku přenese na kultivační půdu. Výhodou obou metod je vysoká záchytnost zárodků z povrchu předmětů. V knihovnách jsou však možnosti použití značně omezené, protože u přímého otisku může dojít k ulpění malých částí živného média na povrchu knihy, což je naprosto nepřípustné, u nepřímého otisku dochází pouze ke zvlhčení vyšetřované plochy (také nemusí být vždy akceptovatelné). V praxi byla metoda vyzkoušena pouze v archivech pro kontrolu kontaminace přivěšených voskových pečetí.

2.1.2. Stěr

Obecně se jedná o doplňující metodu - v knihovnách je však prvořadá. Stěry je možné provádět pomocí vatových tampónů na špejli (suché nebo zvlhčené sterilní vodou nebo fyziologickým roztokem). Získané částice se následně přenesou na povrch agarové živné půdy

Nejšetrnější ke knihám je stěr suchým tampónem, metoda je však méně přesná a vykazuje poněkud nižší záchytnost. Tam, kde je to možné, provádíme tedy stěry tampónem zvlhčeným vodou. Při nutnosti kvantitativního hodnocení se tampóny po provedení stěru zalomí do zkumavek se sterilním fyziologickým roztokem. Po protřepání se připraví řada ředění a vyočkovává se na Petriho misky s agarovou živnou půdou.

2.1.3. Ostatní

Existuje ještě celá řada dalších metod, pro knihovny jsou však nepoužitelné (přímé ponořování do živné půdy, oplach apod.).

2.2. Metody kontroly kontaminace ovzduší

2.2.1. Sedimentace

Tato metoda je jednoduchá, nenáročná na materiál a pracovní postup. Je však také dost nepřesná, protože rychlost sedimentace částic je různá a je ovlivněna celou řadou vnějších faktorů, jako je velikost částic, proudění okolního vzduchu apod.

Postupuje se tak, že Petriho miska s agarovou živnou půdou se na určeném místě nechá otevřená po přesně určenou dobu (nejčastěji 1 hodina), poté se uzavře. Sedimentované zárodky se pak kultivují a počítají.

2.2.2. Měření aeroskopem a podobnými přístroji

Oproti předchozí metodě je tento způsob mnohem přesnější, výsledky jsou dobře srovnatelné. Rovněž doba měření je kratší a kolonie jsou rovnoměrněji rozptýleny po živné půdě. Nevýhodou je nutnost přístrojového vybavení. Na některých pracovištích ještě dosluhují aeroskopy typu Chirana, které se však již řadu let nevyrábí. Dovážené zahraniční přístroje jsou poměrně drahé.

3. Srovnání výsledků měření různých laboratoří

3.1. Pracovní postupy

3.1.1. Národní knihovna ČR Praha

Kontrola kontaminace povrchu knih byla provedena pomocí stěrů suchými sterilními vatovými tampóny z knižní vazby (plocha asi 100 cm 2). Stěry byly přeneseny na povrch Czapek-Doxova agaru v Petriho miskách.

Přítomnost plísní v ovzduší byla zjišťována pomocí spadu (sedimentace) na Petriho miskách s Czapek-Doxovým agarem po dobu 1 hodiny.

Kultivace probíhala při 24 oC po dobu 10 - 14 dní.

3.1.2. Státní ústřední archiv v Praze

Stěry byly provedeny pomocí sterilních vatových tampónů z celé horní ořízky knihy, poté byly přeneseny na povrch sladinové půdy a Czapek-Doxova agaru.

Kontrola stavu ovzduší pomocí spadu nebyla provedena.

Kultivace probíhala při 24 ± 4 oC po dobu 14 dní

3.1.3. Státní autorizovaná zkušebna v Otrokovicích

Stěry byly provedeny z knižních vazeb za použití zvlhčených sterilních vatových tampónů na špejlích. Zvlhčení bylo provedeno sterilním fyziologickým roztokem. Přímo v depozitáři byly stěry přeneseny na Czapek-Doxův agar a Sabouraudův agar.

Spad byl prováděn po dobu 1 hodiny.

Kultivace probíhala při 28 oC po dobu 4 až 14 dní.

3.1.4. Katedra botaniky UK Praha

Při metodě stěru byly použity sterilní vlhké vatové tampóny (vysterilizovaná zkumavka s 1 cm 3 vody na dně, uzavřená vatovým tampónem - převrácením zkumavky přímo na místě odběru ja tampón smočen a připraven k otěru). Stěry byly přeneseny na Petriho misky se sladinovým agarem, agarem s půdním extraktem, glukózou a bengálskou červení dle Martina a osmotickou půdou DG 18. Do všech živných půd byl přidán streptomycin k potlačení růstu bakterií.

Spad byl proveden s výše uvedenými médii po dobu 1 hodiny.

Kultivace probíhala při 25 oC.

3.2. Výsledky

Všechny laboratoře dospěly k podobným výsledkům s tím, že se neprojevily výrazné rozdíly při odlišném odběru vzorků, ale významnou roli hrají spíše druhy a množství použitých kultivačních médií. Nejširší škálu mikroorganismů zachytila laboratoř, která použila tři druhy živných půd, v ostatních případech byl záchyt nižší, úměrný počtu živných půd.

Přehled plísní izolovaných v knihovnách během pokusu na katedře botaniky UK Praha (největší záchyt):

Zygomycetes: Absidia coerulea

Micromucor isabellinus

Mucor circinelloides

Mucor dimorphosporus

Mucor hiemalis f. corticolus

Mucor plumbeus

Rhizopus arrhizus

Rhizopus stolonifer

Syncephalastrum racemosum
Ascomycetes: Botryotinia globosa

Chaetomium globosum

Chaetomium indicum

Chaetomium sp.

Eurotium amstelodami

Eurotium herbariorum

Eurotium rubrum

Eurotium sp.
Deuteromycetes: Acremonium butyri

Acremonium sp.

Alternaria alternata

Arthrinium arundinis

Arthrinium phaeospermum

Aspergillus candidus

Aspergillus flavus

Aspergillus fumigatus

Aspergillus cf. montevidensis

Aspergillus niger

Aspergillus ochraceus

Aspergillus sydowii

Aspergillus versicolor

Aureobasidium pullulans

Aureobasidium sp.

Botrytis cinerea

Cladosporium cladosporioides

Cladosporium herbarum

Cladosporium sphaerospermum

Dendryphion comosum

Epicoccum nigrum

Fusarium avenaceum

Fusarium equiseti

Fusarium sp.

Geomyces pannorum

cf. Ostracoderma sp.

Paecilomyces variotii

Penicillium atramentosum

Penicillium cf. aurantiogriseum

Penicillium brevicompactum

Penicillium corylophilum

Penicillium crustosum

Penicillium decumbens

Penicillium digitatum

Penicillium flavidostipitatum

Penicillium glabrum

Penicillium griseofulvum

Penicillium hirsutum

Penicillium hordei

Penicillium chrysogenum

Penicillium janczewskii

Penicillium lanosocoeruleum

Penicillium piceum

Penicillium cf. roquefortii

Penicillium roseopurpureum

Penicillium rugulosum

Penicillium smithii

Penicillium spinulosum

Penicillium variabile

Penicillium sp.

Phoma sp.

Scopulariopsis brevicaulis

Scopulariopsis candida

Thysanophora penicillioides

Trichoderma sp.

Ulocladium botrytis

Ulocladium cf. chartarum

Ulocladium sp.

Wallemia sebi
Basidiomycetes: Rhodotorula sp.

Spiniger meineckellus
Sterilní mycelia:
Neurčené houby

4. Závěr

Čtyři samostatná pracoviště prováděla během jara a podzimu 1997 sledování mikroflory na vytypovaných pracovištích knihoven. K získání výsledků byly použity pro všechny laboratoře dostupné metody - spad a stěry.

Spady pomáhají orientačně zjistit množství spor či fragmentů mycelia (CFU, zárodky) v ovzduší, musíme však mít na zřeteli výkyvy v režimu místnosti (úklid, větrání, manipulace s knihami). Naproti tomu stěry spíše vypovídají o druhové skladbě mikroorganismů na povrchu knih, kvantitativní stanovení je obtížné.

Obě uvedené metody by měly být vždy doplněny klimatickým měřením. V prostorách s relativní vzdušnou vlhkostí nižší než 65 % jsou totiž spory neaktivní (v dormantním stavu), při vyšší vlhkosti začínají klíčit.

Z výsledků získaných všemi laboratořemi vyplývá:

Metoda stěru se jeví jako nejvhodnější pro zachycení spor či fragmentů mycelia z povrchu knih. Může být použit suchý či zvlhčený vatový tampón, pro vzácnější knihy je nejšetrnější použití tampónu suchého. Zvlhčení tampónu může být provedeno již předem v laboratoři (Orlita) nebo až na místě odběru (Váňová a kol.).

Metoda spadu je doporučena jako vhodná metoda ke zjištění momentálního stavu mikromycet v ovzduší. Petriho misky s agarovým médiem exponujeme ve sledovaném prostředí nejčastěji po dobu jedné hodiny, v silně zaplísněných prostorách však podstatně kratší dobu. Metoda sedimentační je však zatížena chybou, které si musíme být vědomi. Přesnější by proto bylo použití impaktoru.

Při použití každé metody záleží na výběru vhodných izolačních agarových médií . Každé médium zvýhodňuje určitou skupinu mikromycet, proto čím více použitých médií, tím širší spektrum hub je zachyceno. Doporučujeme použít:

a) sladinový agar (médium bohaté na živiny),

b) Czapek-Doxův agar (vhodný zejména pro Penicillia a Aspergilly),

c) agar s půdním extraktem, glukózou a bengálskou červení dle Martina (menší obsah živin, dávající možnost růstu spíše pomaleji rostoucím druhům),

d) dichloranový agar s glukózou DG 18 (specifický pro osmofilní houby).

K potlačení růstu bakterií doporučujeme do všech médií přidat streptomycin, případně jiné širokospektré antibiotikum.

V případech, kdy je třeba vypracovat podrobný mykologický rozbor a ne pouze orientační, musí se provést rozbor nejen kvantitativní a determinace do rodů, ale i determinace druhová. Teprve tento rozbor ukáže, zda jsou přítomné zárodky mikromycet, které by mohly ve zhoršených klimatických podmínkách způsobit poškození materiálu nebo způsobit zdravotní problémy pracovníkům.

Doporučený pracovní postup

1) Metoda sedimentační (spad)

Petriho misky s agarovým médiem ve sledovaných prostorách otevřeme, víčko odložíme vedle a exponujeme (obvykle jednu hodinu). Pak víčko opět přiklopíme a v laboratoři kultivujeme v termostatu ve tmě při teplotě 25 oC. Od třetího dne sledujeme objevující se kolonie a postupně je odočkováváme na determinační agarová média.

2) Metoda stěru

Můžeme použít:

a) suchý tampón z obvazové nebo buničité vaty na špejli zabalený v alobalu a vysterilizovaný v autoklávu,

b) vlhký tampón z obvazové nebo buničité vaty na špejli zabalený v alobalu a vysterilizovaný v autoklávu,

c) suchý tampón z obvazové vaty tvořící zátku zkumavky s obsahem asi 1 cm 3 vody. Takto připravené zkumavky dopravíme na místo odběru ve vertikální poloze (nejlépe v laboratorním košíku), aby zátky zůstaly suché. Teprve před vlastním odběrem zkumavku na krátkou dobu otočíme, aby zátka zvlhla.

Takto připravenými tampóny provádíme stěry z knižních vazeb a pak rozetřeme po povrchu izolačních agarových médií v Petriho miskách (ihned na místě nebo později v laboratoři). Dále misky uložíme v termostatu a postupujeme jako u předešlé metody.

3) Izolační agarová média

a) Agar se sladinovým extraktem (např. IMUNA)

b) Czapek-Doxův agar (např. IMUNA)

c) Půdní agar s bengálskou červení (dle Martina)

Glukóza 10 g
NaNO3 1 g
KH2PO4 1 g
Agar 15 g
Půdní extrakt 1000 ml
Bengálská červeň 0,07 g

Půdní extrakt: Půl kg zahradní nebo lesní půdy se vaří ve 1 200 ml vody asi půl hodiny. Po zchladnutí se přefiltruje a doplní na 1 000 ml, pak se sterilizuje.

d) Dichloranový agar DG 18 (dle Hockinga a Pitta)

Glukóza 10 g
Pepton 5 g
KH2PO4 1 g
MgSO4.7H2O 0,5 g
Chloramfenikol 0,1 g
Dichloran (0,2% v ethanolu) 1 ml
Agar 15 g
Voda 1000 ml

Po třicetiminutovém odpařování přidáme 220 g glycerolu a sterilizujeme v autoklávu. Upravíme pH na 6,5 .

Literatura

Arx, J. A. von: The genera of fungi sporulating in pure culture, 3301 Lehre - J. Cramer, 1970

Domsch, K. H.; Gams, W.; Anderson, T.-H.: Compendium of soil fungi, Vol. I, London 1980

Ellis, M. B.: Dematiaceous Hyphomycetes, Kew 1971

Ellis, M. B.: More Dematiaceous Hyphomycetes, Kew 1976

Fassatiová, O.: Plísně a vláknité houby v technické mikrobiologii, SNTL Praha 1979

Heaton, P. A.; Butler, G. M.; Callow, M. E.: The floristic composition of moulds growing on walls of food and drink processing factories. Int. Biodet., 26 (1990), 1 - 9

Hoog, G. S.; Guarro, J. [Eds.]: Atlas of clinical fungi, Baarn et Reus 1995

Kneiflová, J.: Metody kontroly mikrobiální kontaminace ovzduší, AHEM, příloha 7/1992, SZÚ Praha

Pitt, J. I.: The genus Penicillium and its teleomorphic states Eupenicillium and Talaromyces, London 1979

Raper, K. B.; Fennell, D. I.: The genus Aspergillus, Baltimore 1965

Raper, K. B.; Thom, Ch.; Fennell, D. I.: A manual of the Penicillia, Baltimore 1949

Samson, R. A.; Pitt, J. I. [Eds.]: Modern concepts in Penicillium and Aspergillus classification, New York et London

Samson, R. A.; Hoekstra, E. S.; Frisvald, J. C.; Filtenborg, O.: Introduction to foodborne fungi Baarn and Delft 1996

Schipper, M. A. A.: A study on variability in Mucor hiemalis and related species, Stud. Mycol., 4 (1973), 1 - 40

Schipper, M. A. A.: On Mucor circinelloides, Mucor racemosus and related species, Stud. Mycol., 12 (1976), 1 - 40

Schipper, M. A. A.: A revision of the genus Rhizopus I. The Rhizopus stolonifer - group and Rhizopus oryzae, Stud. Mycol., 25 (1984), 1 - 19

Skorkovský, B.: Mikroorganismy jako původci degradace archiválií, TEPS Praha 1981

Toršová, V.; Klimeš, A.: Kontrola mikrobiální kontaminace povrchů v prostředí zdravotnických zařízení včetně ověření účinnosti dezinfekčních metod, AHEM, příloha 7/1992, SZÚ Praha

Váňová, M.: Systematika, morfologie a určovací klíše řádu Mucorales. - In: Prášil, K. [Ed.]: Problematika a metodika determinace některých skupin mikroskopických hub, Praha 1990, 71 - 95

Váňová, M.: Nomen novum, nomenclatural changes and taxonomic rearrangements in the Mucorales, Novit. Bot. Univ. Carol., 6 (1991), 13 - 19

Váňová, M.: Correction, Čes. Mykol., 45 (1991), 128

Zycha, H.; Siepmann, R.; Linnemann, G.: Mucorales, Lehre 1969

Aktualizováno: 03.09.2008
Redaktor: správce www stránek
Pošli e-mailem
Trvalý odkaz


Vědecká knihovna Olomouc, ­ ­­­­­­­ ­Bezručova 659/2 ­Olomouc 9, 779 11­­­ tel.  +420-585 205 300 e-mail: vkol@vkol.cz   Otevírací doba: Po - Pá 8:30 - 19:00 So 9:00 - 13:00* Ne zavřeno *MVS a studovna vázaných novin - zavřeno ID datové schránky­­: yswjrie
Vědecká knihovna v Olomouci je příspěvkovou organizací zřízenou a financovanou Olomouckým krajem
Tvorba www stránek © Winternet 2008 - 2018
Aktualizováno: 21.02.2018 16:34
TOPlist